taurin.gif

Bestimmung von Taurin in RED BULL

Ralf Becker, Andreas Kroh, Hynek Kobelka
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Taurin, 2-Aminoethansulfonsäure, kommt sowohl im menschlichen Körper als auch bei allen Säugetieren vor. Seine Hauptwirkung besteht als Neurotransmitter bei der Nervenreizleitung. Es wird in ausreichender Menge vom Körper synthetisiert und muß, außer bei Kleinkindern, nicht zugeführt werden. Muttermilch enthält ungefähr 50 mg Taurin pro Liter. Kuhmilch etwa 5 bis 7 mg pro Liter. Außer in der Muttermilch kommt Taurin bei Säugetieren auch im Gehirn, im Herz und in der Retina vor.

Isoliert wurde das Taurin zum ersten Mal aus der Stiergalle, woraus sich auch der Name ableitet (tauros = Stier). In der Galle ist das Taurin allerdings mit Cholsäure als Taurocholsäure verbunden. Der Organismus synthetisiert das Taurin aus dem Cystein. Künstlich herbeigeführter Taurinmangel bei Katzen führt zu einer Verkümmerung der Retina und somit zu Blindheit. Der wichtigste Aspekt von Taurin ist seine Eigenschaft, Stoffen den Übertritt in die Blutbahn zu erleichtern.

Dies ist auch die Hauptwirkung bei gleichzeitiger Einnahme von coffeinhaltigen Getränken. Probleme können sich dann ergeben, wenn mit diesen Getränken Alkohol, Medikamente oder Drogen eingenommen werden, da Taurin auch den Übertritt dieser Stoffe in die Blutbahn und damit ihre Wirkung steigert.

Aufgabenstellung

Für die qualitative Bestimmung von Taurin in Red Bull sollte ein dünnschichtchromatografisches Verfahren ausgearbeitet werden. Die quantitative Bestimmung sollte mittels Hochdruckflüssigkeitschromatographie (HPLC) und UV- Detektion erfolgen.

Dünnschichtchromatographische Bestimmung (1)

dc.gif Trennsystem:
Stationäre Phase: Celluloseplatten (ohne Fluoreszenzindikator!)
Mobile Phase: 1-Propanol/Wasser 7:3	
Detektion:    Ninhydrin-Sprühreagenz	
(0,2 g Ninhydrin 100 ml Ethanol,beschränkt haltbar!)	
Ungefähr 2 Microliter von Red Bull und einem gleichkonzentrierten Taurinstandard (1 g in 250 ml Wasser) werden auf der Celluloseplatte aufgetragen und mit dem Laufmittel entwickelt. Für eine Laufstrecke von 7 cm werden etwa 10 Minuten benötigt. Die Platten werden getrocknet und mit Ninhydrinlösung besprüht, getrocknet, nochmals besprüht und im Trockenschrank bei 100C 10 Minuten entwickelt.

Taurin erscheint als violetter Fleck mit einem Rf-Wert von 0,38. Aus der Fleckengröße ist auch eine halbquantitative Abschätzung möglich. Im Prinzip kann auch das für die Aminosäurebestimmung verwendete Laufmittel 1-Butanol/Eisessig/Wasser 4:1:1 verwendet werden. Allerdings hat Taurin dabei nur einen Rf-Wert von 0,2.

HPLC-Bestimmung (2,3,4)

Probenvorbereitung
hplc.gif Für die HPLC-Bestimmung ist die Entfernung der Zuckerbestandteile im Red Bull notwendig. Diese erfolgt mittels einer Carrez- Fällung. Zu 25 ml Probe wurde jeweils 1 ml Carrez-I-Lösung (150 g Kaliumhexacyanoferrat-Trihydrat in 1 1 Wasser) und 1 ml Carrez-II-Lösung (300 g Zinkacetat-Dihydrat in 1 1 Wasser) zugegeben und der entstehende Niederschlag nach einigen Minuten abfiltriert.

Derivatisierung
1 ml der gereinigten Probe oder der Standardlösung wird mit 1 ml Natriumcarbonatlösung (80 mM) und mit 1 ml Dansylchloridlösung (150 mg Dansylchlorid in 100 ml Acetonitril) versetzt, 2 Minuten geschüttelt und 10 Minuten im Trockenschrank bei 40 C offen stehen gelassen.

Durchführung der HPLC-Trennung

Säule: Lichrosorb RP 8 125 x 2,6 mm
Mobile Phase: Wasser/Methanol 85:15 mit 0,15 % Phosphorsäure
Detektion: UV bei 254 nm
Injektionsvolumen 20 Microliter
Fließgeschwindigkeit: 1,5 ml/min
Druck: 150 bar

Diskussion
Wie aus dem abgebildeten Chromatogramm ersichtlich, erscheint der Taurin-Peak bei einer Retentionszeit von 2.2 Minuten. Aus den Vergleich der Peakhöhen ergibt sich ein Tauringehalt im Red Bull von 985 mg in 250 ml. Zur angegebenen Taurinkonzentration von 1000 mg in 250 ml beträgt die Abweichung nur 1,5%. Der geringe Unterschied ist ein Zeichen für die Güte der Methode und für die saubere Durchführung der Versuche.

Literatur
 (1) Hirschhuber, C., Deutsche Lebensmittelrundschau 84(1988), 117
 (2) Subba Rao, G. N., J.Assoc.off.anal.Chem 70 (1987), 799
 (3) Biondi, P. A., et al.,  J. Chromatographie  369(1986),431
 (4) Saller, C. F. und Czupryna, M. J., J. Chromatographie 487(1989), 167

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